经研究才知，是与体表面积基本成正比的。 这是根据能量代谢的原理而得出的，认为人和动物向外界环境中放热的量与其体表面积成正比。 很多研究指出：基础代谢率、热卡、肝肾功能、血药浓度、血药浓度_时间曲线的曲线下面积（AUC）、肌酐（Cr）、Cr清除率、血液循环等都与体表面积基本成正比，因此按照动物体表面积计算药物剂量比体重更为合理。 在目前没有更好的、也没有更方便的换算方法的前提下，我们可以把当前这种折算关系当作一种重要的参考。 小鼠和大鼠广般采用尾静脉注射，鼠尾静脉有3根，左右两侧及背侧各一根，左右两侧尾静脉比较容易固定，多采用。
- 因此，LPS诱导的小鼠模型适用于IDO1抑制剂的药效动力学评价。
- 此后，按体表面积计算剂量的概念逐渐为药理学家接受，被认为尤其适用于不同动物之间剂量的换算。
- 口服给药是将药物混于饲料或溶于饮用水中，让动物自由摄取。
- 抓好小鼠就可以灌胃了，一般用1 ml的注射器配灌胃针头。
腹腔注射 大、小鼠腹腔注射时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左(或右)下腹部刺人皮下，使针头向前推约o． 5cm，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液，为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹。 着实验动物为家兔，进针部位为下腹部的腹自线旁开lcm处。 一种是经皮染毒毒性试验，如经皮Lao测定常用大鼠，皮肤致癌试验常用小鼠‘另一种是皮肤刺激和致敏试验，皮肤刺激试验常用兔和豚鼠，皮肤致敏试验用豚鼠。 静式吸人染毒时应根据染毒柜容积和染毒时间，确定放置的实验动物数，以保证动物的最低需气量(表1—4)。
小鼠灌胃: 实验方法
时间点的选择上，推荐 15,30,60,90,120min, 再长时间点得检测是没有意义的，因为胰岛素的半衰期只有 10 分钟，超出 2 小时后血糖水平与胰岛素就没有关系了。 值得一提的是，这个换算方法只是一个重要参考而已。 遇到有很大种属差异的药物或化合物，上述换算关系就相差很大了。
小鼠灌胃法；左手拇指和食指捏住小鼠头部两耳后皮肤，无名指或小指将尾部紧压在手上，使小鼠腹部向上。 右手持灌胃管(1～2ml注射器上连接以14号注射针头，尖端磨钝，稍加弯曲的灌胃管)，灌胃管长4～5cm，直径约lmm。 操作时，经口角将灌胃管插人口腔，用胃管轻压小鼠头部，使口腔和食管成一直线，再将胃管沿上腭壁轻轻插入食管内，当推进约2～3cm左右时，灌胃管前端约到达膈肌水平(体重20g左右的小鼠)，此时可稍感有抵抗。 如误插入气管注药时可引起动物立即死亡。 鼻内给药通常用于将药物或样品引入肺部，这种方法相较气管滴注法更为自然。
小鼠灌胃: 小鼠灌胃具体操作
炎症小鼠模型构建昆明鼠尾静脉注射0.66 mg/kg 小鼠灌胃 LPS，24 h后用于给药实验。 C57BL/6小鼠腹腔注射5或8 mg/kg 小鼠灌胃 LPS，24 h后用于给药实验。 肌内注射 肌内注射应选肌肉发达，无大血管通过的部位，一般多选臀部。 注射时垂直迅速刺入肌肉，回抽针栓如无回血，即可进行注射。 给小鼠、大鼠等小动物作肌内注射时，用左手抓住鼠两耳和头部皮肤，右手取连有针头的注射器，将针头刺人大腿外侧肌肉，将药液注入。 麻醉大鼠(侧卧即可)，将麻醉的大鼠用线套住其门齿，挂在染尘架上，鼠背向操作者。
- 就是说，70kg的人对200g的大鼠，那么这个剂量完全准确的。
- 当然，大剂量给药就不太合适了，容易导致小鼠呼吸困难或溺水。
- 按小鼠体重20 g给药0.2 mL计算，剂量分别为25、50和100 mg/kg。
- 如果实验动物的体重与此相差比较大，按刚刚我们所讲的体型公式计算，与按折算系数计算的结果，就会有较大的偏差。
- 凡是肯定不会出现预期结果的组，为阴性对照组。
- 大、小鼠灌胃操作是实验动物给药的基本技能，初学者一定要多加练习，熟练掌握正确的操作方法和技巧才可以进行试验。
综上，尾静脉注射0.66 mg/kg LPS或腹腔注射5 mg/kg LPS均可短时间内显著上调小鼠血清中IDO1活性。 构建该动物模型仅需尾静脉注射或腹腔注射LPS，实验操作相较于构建荷瘤小鼠简单易行，实验耗时短，且LPS上调的IDO1活性与荷瘤小鼠IDO1活性相当。 因此，LPS诱导的小鼠模型适用于IDO1抑制剂的药效动力学评价。 利用该模型对IDO1抑制剂TQ016进行药效动力学评价，结果发现TQ016和目前处于临床试验的IDO1抑制剂具有相当的IDO1活性抑制作用，并呈剂量效应。 本研究可为IDO1抑制剂的研究提供一个科学、高效的研究工具，有助于IDO1抑制剂的新药研发。
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应该与委托方沟通，这样的药物，药学和药动学性质不好，一般没有开发前途。 毒理实验必须考虑药学性质，物质基础决定药效和毒性表现。 灌胃 将受试物配制成溶液或混悬液，以注射器经导管注入胃内。 最好是利用等容量灌胃法，即受试物配制成不同浓度，实验动物单位体重的灌胃容量相同。 外源化学物用溶剂稀释，一般讲浓溶液比稀溶液毒性大，但是也有的外源化学物稀释之后毒性反而增加，即存在所谓“稀释毒性”，其原因尚不清楚。 因此在发现有稀释毒性时等浓度灌胃法也可接受。
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高浓度的K+可打开电压依赖性L型钙通道，允许外Ca2+内流，从而促进肠平滑肌的收缩〔20,21〕。 而如果有物质能够松弛高K+诱导的肠平滑肌收缩则提示该物质可能为钙拮抗剂〔22〕。 本实验结果显示，RT ext能松弛氯化钾诱导的肠平滑肌收缩，RT ext拮抗空肠平滑肌收缩的机制可能是通过非竞争性方式抑制外钙内流。
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如果只给小鼠灌生理盐水，是空白对照组；如果给小鼠服用罗格列酮，是阳性对照组——罗格列酮肯定使血糖下降；如果只给小鼠灌葡萄糖水，是阴性对照组——血糖不但没降，反而会上升。 例如研究某种药物A的降血糖作用：实验对象为糖尿病小鼠，给药方式为灌胃，预期结果是血糖下降。 如果只给小鼠灌生理盐水，是空白对照组；如果给小鼠服用药物A，是阳性对照组，药物A使血糖下降；如果只给小鼠灌葡萄糖水，是阴性对照组，血糖不但没降，反而会上升。 犬和家兔灌胃法：由2人操作，将犬关人特制犬笼，并移动活动栅，挤犬并使之固定，持犬者两手握住犬耳后及颈部皮肤，使犬头部朝上颈部拉直。 小鼠灌胃 灌胃者用一木棍让犬咬住，将硬质胃管自木棍与上腭之间插入食管，约20cm左右即下达到胃腔(插入深度可预先在体外测量好，并做好记号)；持兔者端坐两腿夹住兔躯干及其后肢，两手握住兔耳及前肢，将兔头朝上，使兔颈部拉直。 灌胃者用开口器通过兔口角(在犬齿后)之空隙，将开口器向下转动数次，使兔舌伸出。
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一般来说，阳性代表有病或者有病毒，阴性代表正常。 阴性对照和阳性对照是针对“预期结果”而说的。 我原来也遇见过类似的问题，我一般是这么处理的。 小鼠灌胃 先把样品加入研钵中，充分研磨，然后加入少量的助溶剂（DMSO,吐温-80，甘油等），一般1-2滴即可，然后继续研磨至溶解。 加入0.5%CMC-Na至需要的体积就可以了，你可以参考一下。
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附：早在十九世纪末年，生理学家Voit 氏等发现虽然不同种类的动物每kg体重单位时间内的散热量相差悬殊，但都如折算成每m2体表面积的散热量，则基本一致。 例如马、猪、狗、大鼠和人的每m2体表面积每24小时的散热量都在1000 小鼠灌胃2025 kCal 左右。 药理学家研究药物在体内的作用时则习惯于以mg/kg 或g/kg等方式来计算药物的剂量。 这种办法行之于同种动物的不同个体时，问题似乎不大；但用于不同种类动物时，常常会出现严重偏小或偏大，以致无法完成实验。
小鼠灌胃: 如何选择正确的小鼠给药方式？灌胃 VS 腹腔 VS 静脉注射？
染毒柜所需容积也可按实验动物总体重×100×染毒时间h)来估算，相当于动物每kg体重每小时所需空气体积为100L。 采用的灌胃管长约6～8cra，直径约为1． 插管时，为防止插人气管，应先抽回注射器针栓，无空气抽回说明不在气管内，即可注药。 灌胃针从小鼠口腔进入，一旦通过喉部将注射器和灌胃针竖起，灌胃针正确进入食道后，应该感到非常轻松地可以顺食道向下插入，此时小鼠基本处于鼻尖向上垂直于地面的状态。 小鼠捉拿和固定：通过抓取尾巴捉拿小鼠，尽可能避免刺激动物，抓尾巴的部位不宜太靠近尾端。
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从上述解析也可以看出，我们完全可以信任第一个表中所列出的折算系数，当然，也完全可以信任后面我编制的那个简表。 因为，这一切都是由体型公式计算得来的，也就是说，是按体表面积来计算等效剂量的。 以上所述，一方面是想说明按体表面积算剂量的准确性；另一方面，是想表明通过折算系数后，以体重为参照，在一定范围内还是实用的，且方便。
小鼠灌胃: 生物实验中的阳性对照组和阴性对照组分别是什么？
■ 第二宗罪：有明显肉眼可见的颗粒进行腹腔给药 小白： 主人对小伙伴的身体进行了“深入”地探索后发现，肠道附近有多处“蛋花”样的沉积物，或固体颗粒。 注意：如阻力较大，或注射时有隆起，则说明注射到了皮下。 此时应迅速抽出注射器，轻轻在原注射位点稍上的位置再次注射。 口服：每次２片，每日３次，饭后嚼碎服，２～３个月为１疗程。 小鼠灌胃2025 疗程结束后，减低剂量，服维持量，每次１片，每日３次，连服２～３个月，其中可每日服１～３片。 适应症： 用于治疗胃及十二指肠溃疡、胃炎、胃酸过多、神经性消化不良、胃灼热及痉挛等。
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好像是方便自己配药，而不是根据科学的道理来设置。 对于难溶药物的配制方法，如楼上所说，加0.5%CMC-Na，或者CMC,或者加助溶剂，比如酸、碱，或者加DMSO,口服一般不用，静脉注射用。 或者就是混悬液给药，但给药时要保证药物的均一性。 但是我们应该进一步考虑配制高浓度的实际意义，难溶药物口服一般来讲不容易吸收，比如你硬给配了0.5g/ml，但动物可能也就能吸收到0.3g/ml的量，实际上是没有意义的。 小鼠灌胃 应该做一个剂量-血药浓度试验，看看是否存在吸收饱和，到达饱和即可，再高了就无意义，也为长毒剂量提供参考。
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同样这个策略也适用于实验动物，然而并非所有药物或者病症都适合口服，在具体实验研究中我们应该选择最合适的给药方式。 （4）技术难度，如长周期的静脉注射给药难以操作时，可考虑选择生物利用度比静脉差一点又好操作的腹腔给药来进行实验。 实验对象为糖尿病小鼠，给药方式为灌胃，预期结果是血糖下降。
小鼠灌胃: 动物福利
尾静脉注射0.66 mg/kg LPS可构建IDO1活性上调的模型小鼠，IDO1抑制剂L-1-MT和TQ016灌胃给药2 h后可显著抑制模型小鼠体内被LPS上调的IDO1活性。 因此，有必要对现有的IDO1抑制剂药效动力学评价的动物模型进行改进，建立短时间内显著上调体内IDO1活性的动物模型，以提高实验效率和结果准确性。 动式吸入染毒 动式吸入染毒设备由染毒柜、机械通风系统和配气系统三部分构成对设备的要求较高，优点是在染毒过程中染毒柜内氧分压及受试物浓度较稳定，缺点是消耗受试物的量大，并易于污染环境。
水是最女子的试剂，然而很多合成的小分子化合物却不溶于水，我们就需要找到合适的介质，最后参照各种给药方式可用的剂型。 脑内注射：如上图根据脑立体图谱调解定位仪坐标，精确注射药物进入大脑脑室或者大脑特定组织，如海马体，黑质等。 8/9/12号灌胃针头配套1.0 ml注射器；如下图为9号灌胃针头/1.0 ml注射器，为了防止插入时造成损伤，针头呈倒水滴型。 在灌注过程中动物，如出现呛口、呕吐或强烈挣扎等现象，应立即停止灌注，拔出灌胃针重新进行灌胃。 推注过程要缓慢均匀，如注射量较大，应当采取间歇注射，即注射一定量后停顿一下再继续。 灌胃针的尖端有一个中空的金属球，目的是防止针头刺入气管或划伤消化道。
如果发现药物口服具有肠毒性时，就可以考虑选择静脉等其他给药方式。 口服给药是将药物混于饲料或溶于饮用水中，让动物自由摄取。 小鼠灌胃 此方法优点是操作简单方便，缺点是药物剂量不能保证准确：因动物个体差异，采食量有差异，药量难以精准控制，不能客观反应实验结果，故此法应用较少。 保定动物后（一般采用兔固定架）用酒精棉球擦拭消毒兔耳缘静脉注射部位待静脉膨胀后使用注射器注射给药，给药后压迫止血。
观察鼠的反应，如无过度挣扎，可尝试推注药物，如阻力较小可推注所有药物，如阻力过大或动物反应剧烈，呼吸受阻，可退针后插入。 一般教学教的是手指固定住头部，手掌固定身体。 熟练的手法是，用食指拇指捏住小鼠耳后的一点皮，小指勾住尾巴，让头呈仰起的状态，也可以灌得很好，老鼠轻松，灌的人也轻松。 因为喂的是磺胺类的药物非常苦所以小鼠不断挣扎非常不稳把灌胃针插进去1/3左右打进去后小鼠就呼吸困难不到一分钟就死了怀疑是打到气管中到底应该注意什么怎么样才能在小鼠不断挣扎的情… 小鼠灌胃2025 溶解性：药物常主要包括小分子化合物，天然提取物及中草药等，药物理化性质的差异常会导致其在介质中的溶解性不同。
